Hopp til hovedinnholdet
Biologi 1

Forsøk i Biologi 1

Klassiske biologi-1-forsøk du kan gjøre med standard skoleutstyr. Hvert forsøk har utstyr, farer, framgangsmåte, vanlige feil og et eksempel på hvordan rapporten kan se ut. Les labrapportmalen først, og bruk eksempelrapportene som mønster når du skriver din egen.

Labrapportmal

En labrapport følger nesten alltid samme struktur. Under er de faste delene med kort veiledning. I hvert forsøk ser du et konkret eksempel på hvordan delene fylles ut for akkurat det forsøket.

  1. Hensikt og problemstilling

    Skriv i én eller to setninger hva du vil finne ut, måle eller undersøke, og hvilken sammenheng du ser på. Formuler det gjerne som en testbar hypotese med en uavhengig og en avhengig variabel.

  2. Teori

    Forklar kort biologien bak: definer begrepene du bruker, beskriv prosessen eller mekanismen du undersøker, og si hva du forventer ut fra teorien og hvorfor.

  3. Utstyr

    List opp alt utstyr og alt materiale, med mengder og konsentrasjoner der det er relevant. Ta med sikkerhetsutstyr som vernebriller og hansker når det trengs.

  4. Framgangsmåte

    Beskriv hva du gjorde steg for steg, så en annen kan gjenta forsøket. Skriv i fortid, ikke som en kommandoliste. Få med hva du holdt konstant (kontrollerte variabler).

  5. Resultater

    Før observasjoner og målinger i en tabell med enheter, for eksempel lengde, masse, tid eller antall. Regn ut gjennomsnitt der du har flere målinger, og lag gjerne en graf der det gir mening.

  6. Feilkilder

    Vurder hva som kan ha påvirket resultatet, og om feilen trekker resultatet for høyt eller for lavt. Ikke bare skriv at det kan være feil. tenk på ukontrollerte variabler og måleusikkerhet.

  7. Konklusjon

    Svar på problemstillingen ut fra observasjonene og tallene dine, sammenlign med det teorien forutsier, og vurder hvor godt forsøket svarte på spørsmålet og hva du ville forbedret.

Se hvordan malen fylles ut, med den konkrete vrien, i hvert forsøk under.

Metode og forsøksdesign

Påvirker lysmengde veksten hos karse?

Vokser karse raskere når den får mer lys, og hvordan designer vi et forsøk der vi kan tilskrive forskjellen til lyset alene?

Utstyr

  • karsefrø (samme sort, mange frø)
  • 3-4 like dyrkingsbrett eller potter med samme jord eller vått tørkepapir
  • linjal med millimeter
  • vann og målebeger
  • et sted med mye lys (vindu eller vekstlampe) og et mørkt/skyggefullt sted
  • eventuelt lampe med tidsur for å styre timer lys per døgn

Farer og sikkerhet

  • Ingen spesielle farer. Vask hendene etter arbeid med jord.

Framgangsmåte

  1. Så like mange frø jevnt fordelt i hvert brett med lik mengde jord eller fuktig papir.
  2. Gi alle brettene samme mengde vann til samme tid, og plasser dem ved ulik lysmengde (uavhengig variabel), for eksempel fullt lys, halvskygge og mørkt.
  3. Hold alle andre forhold like: temperatur, vann, jord og frøsort (kontrollerte variabler).
  4. Mål og noter høyden på et fast antall planter per brett hvert døgn i én til to uker (avhengig variabel).
  5. Regn ut gjennomsnittshøyden per gruppe og sammenlign utviklingen.

Vanlige feil

  • Endrer flere variabler samtidig (både lys og vannmengde). Da vet du ikke hva forskjellen skyldes. Hold alt annet likt.
  • For få frø per gruppe. Bruk mange frø i hver gruppe så tilfeldig variasjon jevnes ut.
  • Måler ujevnt. Mål høyden på samme måte og til samme tid hvert døgn.
  • Glemmer kontrollgruppe eller å notere startdato.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Undersøke om økt lysmengde gir raskere vekst hos karse. Hypotese: karse i fullt lys vokser høyere enn karse i mørke i løpet av en uke.

Teori

Planter driver fotosyntese der lysenergi brukes til å lage glukose. Mer lys kan gi mer fotosyntese og dermed mer vekst, opp til et metningspunkt. Frø som spirer i mørke, strekker seg raskt og blir lange og bleke (etiolering) på grunn av opplagsnæring, men uten grønt bladverk stopper veksten når næringen tar slutt.

Resultater

Etter sju døgn var gjennomsnittshøyden 62 mm i fullt lys, 48 mm i halvskygge og 71 mm i mørke, men plantene i mørke var bleke, tynne og uten friske grønne blad. Plantene i lys var kortere, kraftigere og mørkegrønne.

Feilkilder

Noen brett fikk ujevnt med vann fordi de sto ulikt til. Høyde alene fanger ikke opp at mørke-plantene var svake. En bedre måling ville også tatt med biomasse eller farge.

Konklusjon

Hypotesen holdt bare delvis. Mørke-plantene ble høyest i ren lengde, men lyset ga sunne, grønne planter med reell vekst. Forsøket viser hvor viktig det er å måle mer enn én egenskap og å holde de andre variablene like.

Celle og transport

Osmose i potetstaver

Hvordan endrer potetstaver masse og stivhet i rent vann sammenlignet med saltvann, og hva forteller det om osmose over cellemembranen?

Utstyr

  • en fast potet
  • kniv eller korkbor og skjærebrett
  • linjal og vekt (helst med to desimaler)
  • tre begre
  • rent vann (destillert om mulig)
  • saltløsning, for eksempel 10 prosent koksalt, og en svak saltløsning
  • tørkepapir og klokke

Farer og sikkerhet

  • Kniv/korkbor er skarpt. Skjær på brett og vekk fra fingrene.
  • Ikke spis potetstavene etterpå.

Framgangsmåte

  1. Skjær like store potetstaver og noter startmasse og lengde for hver.
  2. Legg stavene i hvert sitt beger: rent vann, svak saltløsning og sterk saltløsning.
  3. La dem ligge i 30-60 minutter (samme tid for alle).
  4. Ta opp stavene, dupp dem tørre og mål masse og lengde på nytt.
  5. Regn ut prosentvis masseendring for hver løsning og sammenlign.

Vanlige feil

  • Tørker ikke stavene før veiing. Overflatevann gir feil masse. Dupp lett med tørkepapir hver gang.
  • Ulik startstørrelse gjør sammenligning vanskelig. Skjær staver så like som mulig og noter startmasse hver for seg.
  • For kort tid. Osmose trenger ofte 30-60 minutter for tydelig utslag.
  • Regner ikke om til prosentvis endring, så resultater med ulik startmasse blir vanskelige å sammenligne.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Undersøke retningen på vanntransport (osmose) i potetceller i løsninger med ulik saltkonsentrasjon.

Teori

Osmose er transport av vann over en halvgjennomtrengelig membran fra lav til høy oppløst konsentrasjon. I rent vann (hypotont) forventes vann å strømme inn i cellene så stavene blir tyngre og stive; i sterk saltløsning (hypertont) forventes vann å strømme ut så stavene blir lettere og slappe.

Resultater

I rent vann økte massen med gjennomsnittlig 12 prosent og stavene ble stive. I svak saltløsning var endringen liten (-1 prosent). I sterk saltløsning falt massen med 15 prosent og stavene ble myke og bøyelige.

Feilkilder

Ulik duppetørking ga litt varierende masse. Stavene var ikke helt like store. Temperaturen var ikke kontrollert.

Konklusjon

Resultatene stemte med teorien: vann gikk inn i cellene i rent vann og ut i sterk saltløsning. Den svake løsningen lå nær likevekt (isoton), der inn- og utstrøm er omtrent lik.

Mikroskopering av plante- og dyreceller

Hvilke cellestrukturer kan vi se i løkceller og kinnceller, og hvordan skiller plante- og dyreceller seg fra hverandre?

Utstyr

  • lysmikroskop
  • objektglass og dekkglass
  • en løk og en ren vattpinn
  • pinsett og skalpell eller barberblad
  • jodløsning (til å farge løkceller) og metylenblått (til kinnceller)
  • pipette og vann
  • tørkepapir

Farer og sikkerhet

  • Jodløsning og metylenblått farger hud og klær. Bruk små mengder og eventuelt hansker.
  • Bruk din egen vattpinn til kinnceller, og kast den etterpå. ikke del.
  • Skalpell/barberblad er skarpt.

Framgangsmåte

  1. Løs et tynt hinnelag fra innsiden av et løkskall, legg det på objektglass, dryp på en dråpe jodløsning og legg på dekkglass.
  2. Studer løkcellene: se etter cellevegg, cellekjerne og den store væskefylte vakuolen.
  3. Skrap forsiktig innsiden av kinnet med en ren vattpinn, gni av på et nytt objektglass, tilsett en dråpe metylenblått og dekkglass.
  4. Studer kinncellene og sammenlign med løkcellene.
  5. Tegn og noter hvilke strukturer du ser i hver celletype ved ulik forstørrelse.

Vanlige feil

  • For tykt preparat. Da slipper ikke lyset gjennom. Bruk et tynt, gjennomsiktig hinnelag fra løken.
  • Luftbobler under dekkglasset. Senk dekkglasset sakte ned fra siden.
  • Starter på for stor forstørrelse. Finn preparatet på minste objektiv først, still skarpt, og øk så.
  • For mye eller for lite farge.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Observere sentrale cellestrukturer i mikroskop og finne forskjeller mellom en plantecelle (løk) og en dyrecelle (kinn).

Teori

Både plante- og dyreceller er eukaryote med cellekjerne og cellemembran. Planteceller har i tillegg cellevegg av cellulose, en stor sentral vakuole og (i grønne deler) kloroplaster. Fargestoff som jod og metylenblått øker kontrasten så strukturene blir synlige.

Resultater

Løkcellene var rektangulære med tydelig cellevegg, en synlig kjerne og en stor vakuole som fylte mesteparten av cellen. Kinncellene var runde/uregelmessige, mindre, uten cellevegg, med en kjerne farget blå.

Feilkilder

Enkelte preparater var for tykke med luftbobler. Kloroplaster var ikke synlige fordi løken ikke er grønn.

Konklusjon

Vi så cellekjerne i begge celletypene, men bare løkcellene hadde cellevegg og stor vakuole. Det stemmer med at planteceller har strukturer dyreceller mangler.

Plasmolyse i vasspestceller

Hva skjer inne i levende planteceller når de legges i saltvann, og hvordan kan vi se osmose direkte i mikroskopet?

Utstyr

  • et blad av vasspest (Elodea) eller et annet tynt vannplanteblad
  • lysmikroskop
  • objektglass og dekkglass
  • pipette, rent vann og en sterk saltløsning (for eksempel 5-10 prosent koksalt)
  • tørkepapir

Farer og sikkerhet

  • Ingen spesielle farer. Håndter glass forsiktig, det kan knuse.
  • Vask hendene etter arbeid med planter og utstyr.

Framgangsmåte

  1. Legg et vasspestblad i en dråpe rent vann på objektglasset og legg på dekkglass.
  2. Studer cellene og finn de grønne kloroplastene som ligger langs kanten inne i cellen.
  3. Tilsett sterk saltløsning på den ene siden av dekkglasset og sug samtidig vannet bort med tørkepapir på den andre.
  4. Observer de samme cellene mens saltløsningen trekker inn.
  5. Noter hvordan celleinnholdet endrer seg, og tilsett eventuelt rent vann igjen for å se om cellene henter seg inn.

Vanlige feil

  • Bruker et for tykt blad, så lyset ikke slipper gjennom. Vasspest er tynt og egner seg godt.
  • Legger på saltløsning uten å trekke bort vannet først. Sug vannet ut på den ene siden med tørkepapir mens du tilsetter salt på den andre.
  • Ser bare én gang. Observer samme celler før og etter salttilsetning for å se endringen.
  • Forveksler celleveggen med cellemembranen. Det er membranen med innholdet som trekker seg innover ved plasmolyse.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Observere plasmolyse i levende planteceller og bruke det til å se retningen på osmose direkte i mikroskopet.

Teori

Planteceller har en stiv cellevegg utenfor en tynn cellemembran. I sterk saltløsning er det mer oppløst stoff utenfor cellen enn inni, så vann trekker ut ved osmose. Membranen med celleinnholdet krymper da bort fra celleveggen. dette kalles plasmolyse. Legges cellene tilbake i rent vann, kan de ta opp vann igjen (deplasmolyse).

Resultater

I rent vann fylte celleinnholdet hele cellen og kloroplastene lå jevnt fordelt langs veggen. Etter salttilsetning trakk det grønne innholdet seg sammen mot midten, med en tydelig klar sone mellom membranen og celleveggen.

Feilkilder

Saltløsningen fordelte seg ikke helt jevnt under dekkglasset. Noen celler var skadet fra før. Det var vanskelig å følge nøyaktig de samme cellene hele veien.

Konklusjon

Celleinnholdet trakk seg sammen i saltvann, slik teorien om osmose forutsier. Forsøket viser plasmolyse direkte og bekrefter at vann beveger seg ut av cellen når det er mer oppløst stoff utenfor.

Diffusjon av fargestoff i vann

Hvordan sprer et fargestoff seg i vann uten at vi rører, og hvordan påvirker temperaturen hvor raskt diffusjonen skjer?

Utstyr

  • to like gjennomsiktige glass
  • kaldt vann og varmt vann
  • en fargekrystall eller en dråpe konsentrert konditorfarge (for eksempel kaliumpermanganat der det er tilgjengelig)
  • klokke
  • eventuelt en pipette til å slippe fargen forsiktig ned

Farer og sikkerhet

  • Kaliumpermanganat farger kraftig og er et oksidasjonsmiddel. Bruk små mengder og eventuelt hansker.
  • Varmt vann kan gi forbrenning. Ikke bruk kokende vann.
  • Ikke smak på løsningene og vask utstyret etterpå.

Framgangsmåte

  1. Fyll ett glass med kaldt vann og ett med varmt vann, like fulle.
  2. La vannet falle helt til ro.
  3. Slipp forsiktig lik mengde fargestoff ned i hvert glass samtidig, uten å røre.
  4. Observer hvordan fargen sprer seg utover ved faste tidsintervaller.
  5. Noter hvor raskt fargen fyller glasset i kaldt mot varmt vann, gjerne med tegning eller bilder underveis.

Vanlige feil

  • Rører i vannet, så det blir blanding (konveksjon) i stedet for ren diffusjon. La glassene stå helt i ro.
  • Ulik mengde farge i de to glassene. Bruk like store krystaller eller like mange dråper.
  • Slipper fargen fra ulik høyde, så det skvulper. Slipp den forsiktig på samme måte i begge.
  • Måler bare én gang. Observer utbredelsen ved faste tidspunkter.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Undersøke hvordan et fargestoff sprer seg ved diffusjon i vann, og om høyere temperatur gir raskere spredning.

Teori

Diffusjon er at partikler sprer seg fra et område med høy konsentrasjon til et med lav, drevet av partiklenes egen bevegelse. Ved høyere temperatur beveger partiklene seg raskere, så diffusjonen går fortere. Diffusjon er den samme prosessen som gjør at stoffer beveger seg inn og ut av celler over membranen.

Resultater

I det varme vannet spredte fargen seg raskt og fylte glasset jevnt etter noen minutter. I det kalde vannet spredte fargen seg tydelig saktere og lå lenge som en sky nær der den ble sluppet.

Feilkilder

Det var vanskelig å slippe helt lik mengde farge i begge glassene. Vannet var kanskje ikke helt i ro da fargen ble tilsatt. Temperaturen sank litt i løpet av forsøket.

Konklusjon

Fargen spredte seg raskere i varmt enn i kaldt vann, slik teorien forutsier. Forsøket viser diffusjon i praksis og hvordan temperatur påvirker hvor raskt stoffer sprer seg, også over cellemembraner.

Trekk ut DNA fra frukt

Kan vi få øye på DNA fra vanlige celler med kjøkkenutstyr, og hvilke steg må til for å frigjøre og samle det?

Utstyr

  • en moden banan eller en løk
  • salt, oppvaskmiddel og kaldt vann
  • sil eller kaffefilter
  • et klart glass og et reagensrør eller smalt glass
  • kald sprit (rødsprit eller isopropanol) fra kjøleskapet
  • en trepinne eller grillspidd
  • pose til å mose i, og eventuelt vernebriller

Farer og sikkerhet

  • Sprit er brannfarlig og skal ikke i nærheten av flammer. Hold den kald og lukket.
  • Ikke smak på noe. Bruk vernebriller når du heller sprit.
  • Oppvaskmiddel kan svi i øynene.

Framgangsmåte

  1. Mos frukten godt sammen med litt salt og kaldt vann i en pose.
  2. Rør inn en skvett oppvaskmiddel og la blandingen stå noen minutter.
  3. Sil blandingen over i et rent glass så du får en klar væske uten fruktbiter.
  4. Hell forsiktig like mye iskald sprit langs kanten så den legger seg som et lag oppå væsken.
  5. La det stå i ro og se etter hvite tråder i grenselaget. fisk dem opp med pinnen.

Vanlige feil

  • Bruker lunken sprit. Spriten må være iskald for at DNA skal felle ut godt.
  • Rører kraftig når spriten er tilsatt. DNA felles i grenselaget. la det stå i ro.
  • Moser for lite, så for få celler brytes opp. Mos godt før du siler.
  • Heller spriten for fort. Hell den forsiktig langs glasskanten så den legger seg som et eget lag.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Frigjøre og gjøre synlig DNA fra planteceller med enkelt utstyr, og forstå hva hvert steg gjør.

Teori

DNA ligger inne i cellekjernen. Mosingen river cellene fra hverandre, saltet og oppvaskmidlet bryter ned celle- og kjernemembranene (som er bygd av fett) så DNA slippes fri, og saltet får DNA-trådene til å klumpe seg. DNA er ikke løselig i sprit, så når kald sprit legges over, felles DNA ut som synlige hvite tråder i grenselaget.

Resultater

I grenselaget mellom væske og sprit dannet det seg hvite, slimete tråder som kunne fiskes opp med pinnen. Bananen ga tydeligere tråder enn forventet.

Feilkilder

Spriten var ikke helt iskald første forsøk, og da kom det lite tråder. Litt fruktrester slapp gjennom silen og gjorde laget uklart.

Konklusjon

Vi fikk synlige DNA-tråder, noe som viser at arvestoffet finnes i cellene og kan frigjøres ved å bryte ned membranene. Forsøket gjør et usynlig molekyl konkret og knytter teori om cellen til noe håndfast.

Osmose med egg uten skall

Hvordan endrer et egg uten skall masse i rent vann sammenlignet med en konsentrert løsning, og hva viser det om osmose over en membran?

Utstyr

  • to rå egg
  • eddik nok til å dekke eggene
  • to glass eller begre
  • rent vann og en konsentrert sukker- eller saltløsning (for eksempel sirup eller mettet saltvann)
  • vekt med to desimaler
  • skje og tørkepapir

Farer og sikkerhet

  • Rå egg kan inneholde bakterier. Vask hendene og utstyret godt etterpå, og ikke spis eggene.
  • Eddik kan svi i øyne. unngå sprut.

Framgangsmåte

  1. Legg begge eggene i eddik i et par dager til skallet er borte og bare den myke membranen er igjen.
  2. Skyll eggene forsiktig, dupp dem tørre og noter startmassen for hvert.
  3. Legg ett egg i rent vann og ett i den konsentrerte løsningen.
  4. La dem ligge like lenge, for eksempel et døgn.
  5. Ta opp eggene, dupp dem tørre og vei dem på nytt, og regn ut prosentvis masseendring.

Vanlige feil

  • Tar eggene ut for tidlig. Skallet trenger et par dager i eddik for å løses helt opp.
  • Tørker ikke egget før veiing. Overflatevæske gir feil masse. dupp lett hver gang.
  • Bruker for kort tid i løsningene. Osmose gjennom eggemembranen trenger flere timer for tydelig utslag.
  • Regner ikke om til prosentvis masseendring, så egg med litt ulik startmasse blir vanskelige å sammenligne.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Bruke et egg uten skall som en stor celle for å se retningen på osmose i rent vann mot en konsentrert løsning.

Teori

Når skallet er løst opp i eddik, er egget omgitt av en halvgjennomtrengelig membran, akkurat som en celle. I rent vann (hypotont) trekker vann inn i egget ved osmose så massen øker; i en konsentrert løsning (hypertont) trekker vann ut så massen synker. Egget fungerer som en modell for hvordan vann beveger seg over cellemembraner.

Resultater

Egget i rent vann økte i masse med rundt 18 prosent og ble spent og stort. Egget i den konsentrerte løsningen mistet rundt 20 prosent av massen og ble slapt og rynkete.

Feilkilder

Membranen var litt skadet på det ene egget. Duppetørkingen var ikke helt lik hver gang. Temperaturen var ikke kontrollert.

Konklusjon

Egget i vann tok opp vann, og egget i den konsentrerte løsningen ga fra seg vann, akkurat som teorien om osmose forutsier. Egget er en tydelig modell for vanntransport over cellemembraner.

Celle og energiomsetning

Gjæring og karbondioksid fra gjærceller

Hvordan påvirker sukkermengden hvor mye karbondioksid gjærceller produserer, og hva forteller gassutviklingen om celleånding/gjæring?

Utstyr

  • tørrgjær
  • sukker
  • lunkent vann (ca. 35-40 grader)
  • flere like flasker eller reagensrør
  • ballonger eller gassfangere
  • målebeger og skje
  • klokke og eventuelt målebånd til å måle ballongomkrets

Farer og sikkerhet

  • Ingen spesielle farer. Ikke bruk kokende vann, det dreper gjæren.
  • Vask utstyr etterpå.

Framgangsmåte

  1. Bland lik mengde tørrgjær og lunkent vann i hver flaske.
  2. Tilsett ulik mengde sukker i flaskene (uavhengig variabel), for eksempel 0, 1, 2 og 4 teskjeer, med én flaske uten sukker som kontroll.
  3. Sett en ballong tett over halsen på hver flaske.
  4. La flaskene stå varmt og mål hvor store ballongene blir etter faste tidsintervaller (avhengig variabel).
  5. Sammenlign gassutviklingen mellom flaskene.

Vanlige feil

  • For varmt eller for kaldt vann. Da jobber ikke enzymene i gjæren optimalt.
  • Ulik mengde gjær eller vann mellom flaskene. Hold alt utenom sukkermengden likt.
  • Ballongen sitter ikke tett, så gass lekker ut.
  • Måler for tidlig, før gjæren har kommet i gang.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Undersøke om mer sukker gir mer karbondioksid fra gjærceller. Hypotese: mer sukker gir mer gass, inntil et punkt.

Teori

Gjærceller bryter ned sukker for å frigjøre energi. Uten nok oksygen skjer alkoholgjæring, der glukose omdannes til etanol og karbondioksid. CO2-gassen blåser opp ballongen, så gassmengden er et mål på hvor mye gjæren omsetter.

Resultater

Flasken uten sukker ga nesten ingen gass. Ballongene vokste med økende sukkermengde opp til 2 teskjeer, men mellom 2 og 4 teskjeer var forskjellen liten.

Feilkilder

Vanntemperaturen sank underveis. Ballongstørrelse er et grovt mål på gassvolum. Én ballong satt litt løst.

Konklusjon

Hypotesen holdt for lave sukkermengder: mer sukker ga mer gass. Ved høy sukkermengde flatet gassutviklingen ut, trolig fordi andre forhold (gjærmengde, temperatur) begrenset omsetningen.

Katalase bryter ned hydrogenperoksid

Hvor raskt bryter enzymet katalase ned hydrogenperoksid i ulike vev, og hvordan påvirkes reaksjonen av at vevet er kokt?

Utstyr

  • fersk lever, potetbit og gulrotbit
  • hydrogenperoksid, 3 prosent (fra apotek)
  • flere reagensrør eller små glass i et stativ
  • kniv og skjærebrett
  • vernebriller
  • kokende vann eller kokeplate til å koke en vevsprøve
  • klokke og eventuelt en tynn trepinne til å teste gassen

Farer og sikkerhet

  • Bruk vernebriller. Hydrogenperoksid kan svi i øyne og på hud, og gassen kan sprute.
  • Lever er biologisk materiale. Vask hendene etterpå og ikke spis noe av vevet.
  • Kokeplate og kokende vann gir brannfare. Vær forsiktig.

Framgangsmåte

  1. Legg like store biter fersk lever, potet og gulrot i hvert sitt rør, og kok en ekstra leverbit noen minutter i vann.
  2. Ha samme mengde hydrogenperoksid i et rør uten vev som kontroll.
  3. Tilsett lik mengde hydrogenperoksid i hvert rør samtidig og start klokken.
  4. Observer og ranger hvor kraftig det bruser i hvert rør, og noter høyden på skummet etter fast tid.
  5. Test eventuelt gassen ved å holde en glødende trepinne i åpningen. den kan blusse opp i oksygen.

Vanlige feil

  • Bruker ulik mengde vev i rørene. Skjær omtrent like store biter så sammenligningen blir rettferdig.
  • Sammenligner uten kontroll. Ha med et rør med bare hydrogenperoksid og et med kokt vev.
  • Glemmer at gammelt hydrogenperoksid er svekket. Bruk fersk løsning.
  • Tolker skummet feil. Det er oksygengassen fra reaksjonen som gir boblene, ikke luft.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Undersøke hvor aktivt enzymet katalase bryter ned hydrogenperoksid i ulike vev, og hva som skjer når enzymet er kokt.

Teori

Katalase er et enzym som finnes i de fleste celler og bryter hydrogenperoksid ned til vann og oksygen. Hydrogenperoksid er et giftig biprodukt av stoffskiftet, så cellene må fjerne det raskt. Oksygengassen som frigjøres, gir synlig skum. Koking denaturerer enzymet, så et kokt vev bør gi liten eller ingen reaksjon.

Resultater

Leveren ga kraftig, høyt skum nesten med en gang. Potet og gulrot ga et lavere skumlag. Det kokte vevet og røret uten vev ga så godt som ingen bobler.

Feilkilder

Bitene var ikke helt like store, og leveren hadde trolig størst overflate. Temperaturen i rommet var ikke kontrollert. Skumhøyde er et grovt mål på reaksjonsfart.

Konklusjon

Alle de ferske vevene inneholdt katalase, men leveren hadde klart mest. Det kokte vevet reagerte ikke, noe som stemmer med at høy temperatur ødelegger enzymet. Forsøket viser at enzymer er proteiner som mister funksjonen når de denatureres.

Påvise karbondioksid fra celleånding med kalkvann

Skiller vi ut mer karbondioksid i utpusten enn det som finnes i vanlig luft, og hvordan kan kalkvann brukes til å påvise gassen?

Utstyr

  • klart kalkvann (mettet kalsiumhydroksidløsning, filtrert)
  • to like glass eller kolber
  • sugerør
  • eventuelt en liten pumpe eller ballong til å blåse vanlig luft gjennom det ene glasset
  • klokke

Farer og sikkerhet

  • Kalkvann er svakt etsende (basisk). Unngå å få det i øyne eller munn.
  • Blås ut i kalkvannet gjennom sugerøret, men sug aldri. da får du kalkvann i munnen.
  • Vask hendene og skyll utstyret etterpå.

Framgangsmåte

  1. Fyll to glass med like mye klart kalkvann.
  2. Blås rolig utpusten din gjennom et sugerør ned i det ene glasset i omtrent ett minutt.
  3. Boble en tilsvarende mengde vanlig romluft gjennom det andre glasset som kontroll.
  4. Sammenlign hvor raskt og hvor mye kalkvannet blakkes i de to glassene.
  5. Noter tiden det tok før væsken ble tydelig melkehvit i utpust-glasset.

Vanlige feil

  • Suger i stedet for å blåse, så man får kalkvann i munnen. Blås rolig ut.
  • Bruker gammelt kalkvann som allerede er blakket av luftens karbondioksid. Bruk klart, ferskt kalkvann.
  • Mangler sammenligning. Ha et glass der du bare bobler vanlig romluft gjennom.
  • Blåser så hardt at det spruter, i stedet for jevn, rolig utpust.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Vise at utpusten inneholder mer karbondioksid enn vanlig luft, ved å bruke kalkvann som påvisningsmiddel for celleånding.

Teori

Cellene bryter ned næringsstoffer i celleånding og danner blant annet karbondioksid, som pustes ut. Karbondioksid reagerer med kalkvann og danner uløselig kalsiumkarbonat, som gjør væsken melkehvit. Jo mer karbondioksid, jo raskere blakkes kalkvannet. Utpusten bør derfor blakke kalkvannet raskere enn vanlig romluft.

Resultater

Glasset vi pustet i, ble tydelig melkehvitt etter omtrent 30 sekunder. Kontrollglasset med romluft ble bare svakt uklart etter samme tid.

Feilkilder

Mengden luft var ikke helt lik i de to glassene. Kalkvannet kan ha vært litt blakket fra før. Tidspunktet for når væsken var tydelig hvit, var en skjønnsvurdering.

Konklusjon

Utpusten blakket kalkvannet mye raskere enn romluft, noe som viser at vi skiller ut karbondioksid fra celleåndingen. Forsøket bekrefter at karbondioksid er et sluttprodukt av kroppens energiomsetning.

Påvise stivelse i blad etter fotosyntese

Danner planter stivelse i bladene når de får lys, og hvordan kan vi påvise det med jodtest på en del av bladet som har vært dekket til?

Utstyr

  • en potteplante som har stått lyst (for eksempel pelargonia)
  • svart papir eller folie og binders til å dekke deler av et blad
  • kokende vann og et vannbad
  • sprit (etanol) til å trekke ut bladfargen
  • jodløsning (Lugol)
  • pinsett, hvit tallerken og vernebriller

Farer og sikkerhet

  • Sprit er brannfarlig. Varm den ALDRI over åpen flamme. bruk vannbad, og hold vekk fra varmekilder.
  • Kokende vann og varmt vannbad gir forbrenningsfare.
  • Jodløsning er giftig å svelge og farger. Bruk vernebriller.

Framgangsmåte

  1. Dekk en del av et blad med svart papir i et par døgn mens planten står lyst.
  2. Ta av bladet, kok det kort i vann så det mykner.
  3. Legg bladet i sprit i et vannbad til det grønne fargestoffet er trukket ut og bladet er blekt.
  4. Skyll bladet i vann og legg det på en tallerken, og dryp jodløsning utover.
  5. Se hvor bladet blir blåsvart (stivelse) og hvor det forblir lyst (den tildekkede delen).

Vanlige feil

  • Dekker bladet for kort tid. La en del av bladet være tildekket i et par døgn før forsøket, så stivelsen der brukes opp.
  • Koker spriten over flamme. det er farlig. bruk alltid vannbad.
  • Hopper over å koke bladet i vann først. Bladet må mykne før spriten trekker ut fargen.
  • Bruker for lite jod, så fargeforskjellen blir utydelig.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Vise at planter danner stivelse i bladene der de får lys, ved å sammenligne en belyst og en tildekket del av samme blad med jodtest.

Teori

I fotosyntesen bruker planten lysenergi til å lage glukose, som lagres som stivelse i bladet. Uten lys kan den delen av bladet ikke lage ny stivelse, og den som var der brukes opp. Jod farger stivelse blåsvart. Den belyste delen bør derfor bli blåsvart, mens den tildekkede delen forblir lys.

Resultater

Den delen av bladet som hadde fått lys, ble blåsvart med jod. Den tildekkede delen forble gulbrun, altså uten stivelse.

Feilkilder

Litt av det grønne fargestoffet satt igjen og gjorde fargen vanskeligere å lese. Grensen mellom dekket og udekket del var ikke helt skarp.

Konklusjon

Bare den belyste delen inneholdt stivelse, slik teorien om fotosyntese forutsier. Forsøket kobler lys direkte til at planten produserer og lagrer næring i bladet.

Fysiologi og homeostase

Puls og restitusjon ved fysisk aktivitet

Hvordan endrer pulsen seg ved fysisk aktivitet, og hvor raskt vender den tilbake til hvilenivå. hva forteller det om kroppens regulering?

Utstyr

  • klokke eller mobil med sekundviser
  • eventuelt pulsklokke eller pulsmåler-app
  • notatark til å føre måletabell
  • et sted der man trygt kan bevege seg (trapp, gymsal eller uteområde)

Farer og sikkerhet

  • Elever med hjerte- eller luftveisplager bør ikke gjennomføre den fysiske delen. tilpass eller la dem være observatører.
  • Sørg for trygt underlag så ingen sklir eller snubler under aktiviteten.

Framgangsmåte

  1. Mål hvilepuls etter å ha sittet rolig i noen minutter, og noter.
  2. Gjennomfør en fast fysisk aktivitet i lik tid, for eksempel to minutter med rolige knebøy eller trappegang.
  3. Mål pulsen rett etter aktiviteten.
  4. Mål pulsen hvert minutt mens du sitter i ro, til den er tilbake på omtrent hvilenivå.
  5. Sett opp puls mot tid i en tabell og lag en graf over restitusjonen.

Vanlige feil

  • Teller puls unøyaktig. Tell i 15 sekunder og gang med 4, eller mål i hele minutter, og gjør det likt hver gang.
  • Måler hvilepuls rett etter at man har vært i bevegelse. Sitt rolig noen minutter først.
  • Ulik anstrengelse mellom personer gjør sammenligning vanskelig. Bruk samme aktivitet og varighet.
  • Slutter å måle for tidlig, før pulsen har rukket å gå tilbake.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Undersøke hvordan pulsen stiger ved aktivitet og hvor lang tid den bruker på å komme tilbake til hvilenivå (restitusjon).

Teori

Ved aktivitet trenger musklene mer oksygen og energi. Kroppen svarer med å øke pulsen (sympatikus) for å pumpe mer blod. Dette er negativ tilbakekobling som holder homeostasen: når behovet synker etter aktiviteten, senkes pulsen igjen. God kondisjon gir ofte lavere hvilepuls og raskere restitusjon.

Resultater

Hvilepuls var 68 slag/min. Rett etter to minutters trappegang var pulsen 128 slag/min. Den falt til 92 etter ett minutt, 76 etter to minutter og var tilbake på 70 etter tre minutter.

Feilkilder

Manuell telling gir usikkerhet på noen slag. Anstrengelsesnivået var ikke helt likt for alle. Nervøsitet kan ha hevet hvilepulsen.

Konklusjon

Pulsen steg kraftig med aktivitet og vendte tilbake til hvilenivå i løpet av tre minutter. Det viser hvordan kroppen regulerer seg mot en likevekt, og at restitusjonstid kan brukes som et enkelt mål på form.

Amylase i spytt bryter ned stivelse

Klarer enzymet amylase i spytt å bryte ned stivelse til sukker, og hvordan kan vi påvise at stivelsen forsvinner?

Utstyr

  • kokt stivelsesløsning (litt maisstivelse rørt ut og kokt i vann, avkjølt)
  • eget spytt samlet i et lite glass
  • jodløsning (Lugol)
  • en dråpeplate eller flere små glass
  • pipette og klokke
  • eventuelt vannbad ved kroppstemperatur (37 grader)

Farer og sikkerhet

  • Jodløsning er giftig å svelge og farger hud og klær. Bruk små mengder.
  • Bruk kun ditt eget spytt, og kast utstyret eller vask det godt etterpå. ikke del prøver.
  • Ikke smak på løsningene.

Framgangsmåte

  1. Bekreft først at jodløsning gir blåsvart farge i den rene stivelsesløsningen.
  2. Bland stivelsesløsning med en god mengde spytt i ett glass, og stivelsesløsning med like mye vann i et kontrollglass.
  3. Sett glassene i vannbad ved ca. 37 grader om mulig.
  4. Ta ut en liten prøve fra hvert glass hvert minutt, dryp på en dråpe jod og noter fargen.
  5. Følg med til spyttprøven ikke lenger farges blåsvart, og sammenlign med kontrollen.

Vanlige feil

  • Tester ikke en nullprøve. Ha et glass med stivelse uten spytt som kontroll.
  • For lite spytt eller for kort tid. Enzymet trenger noen minutter, helst ved kroppstemperatur.
  • Bruker for mye jod, så fargen blir vanskelig å tolke. Én dråpe holder.
  • Glemmer at jod farger stivelse blåsvart, mens fravær av stivelse gir gulbrun jodfarge.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Undersøke om amylase i spytt bryter ned stivelse, ved å følge fargeendringen i jodtesten over tid.

Teori

Fordøyelsen av karbohydrater starter i munnen. Spyttet inneholder enzymet amylase, som spalter stivelse til mindre sukkerarter som maltose. Jod danner et blåsvart kompleks med stivelse, men ikke med de små sukkermolekylene. Når stivelsen brytes ned, forsvinner derfor den blåsvarte fargen. Enzymet virker best ved kroppstemperatur.

Resultater

Kontrollen med vann holdt seg blåsvart hele tiden. I spyttprøven ble fargen gradvis svakere, og etter omtrent seks minutter ga jodtesten bare en gulbrun farge.

Feilkilder

Mengden amylase varierer fra person til person. Temperaturen i vannbadet var ikke helt stabil. Prøvetakingen skjedde ikke på nøyaktig samme tidspunkt hver gang.

Konklusjon

Spyttprøven mistet den blåsvarte jodfargen, mens kontrollen ikke gjorde det. Det viser at amylase i spytt bryter ned stivelse, slik teorien om fordøyelse i munnen forutsier.

Benedicts prøve for reduserende sukker

Hvilke matvarer inneholder reduserende sukker, og hvordan kan vi påvise det med en fargereaksjon?

Utstyr

  • Benedicts løsning
  • reagensrør og reagensrørholder
  • vannbad eller beger med kokende vann
  • pipette
  • prøver å teste, for eksempel glukoseløsning, eplejuice, melk og en stivelsesløsning
  • vernebriller og eventuelt hansker

Farer og sikkerhet

  • Benedicts løsning inneholder kobbersalt og er irriterende. Bruk vernebriller og unngå hudkontakt.
  • Rørene blir varme i vannbadet. Bruk holder og pass på at åpningen peker vekk fra folk.
  • Ikke smak på prøvene.

Framgangsmåte

  1. Ha lik mengde Benedicts løsning i hvert reagensrør.
  2. Tilsett en fast mengde av hver prøve i hvert sitt rør, og ha ett rør med bare vann som kontroll.
  3. Sett alle rørene i kokende vannbad samtidig.
  4. Varm i omtrent fem minutter og følg med på fargeendringen.
  5. Ranger prøvene etter sluttfarge og noter hvilke som inneholder reduserende sukker.

Vanlige feil

  • Bruker for kort oppvarmingstid. Reaksjonen trenger noen minutter i kokende vannbad.
  • Glemmer en kontroll. Test rent vann og en ren stivelsesløsning som ikke skal gi utslag.
  • Tolker fargen for grovt. Fargen går fra blå via grønn og gul til rødbrun med økende sukkermengde.
  • Bruker ulik mengde prøve og løsning i rørene, så resultatene ikke kan sammenlignes.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Påvise reduserende sukker i ulike matvarer ved hjelp av Benedicts prøve og fargeskalaen fra blå til rødbrun.

Teori

Reduserende sukker som glukose og fruktose kan redusere de blå kobberionene i Benedicts løsning til rødt kobberoksid ved oppvarming. Fargen forteller hvor mye reduserende sukker som er til stede: blå betyr lite eller ingen, mens gul og rødbrun betyr mye. Stivelse er ikke et reduserende sukker og gir ikke utslag.

Resultater

Glukoseløsningen ble rødbrun, eplejuice ble gul til orange, melk ble grønnlig og stivelsesløsningen og vannkontrollen forble blå.

Feilkilder

Rørene ble ikke varmet nøyaktig like lenge. Fargevurdering med øyet er subjektiv. Prøvemengdene var ikke helt like.

Konklusjon

Glukose og eplejuice inneholdt mest reduserende sukker, melk litt, mens stivelse ikke ga utslag. Resultatet stemmer med teorien og viser hvordan en enkel fargereaksjon kan brukes til å påvise næringsstoffer.

Biuret-prøve for protein

Hvilke matvarer inneholder protein, og hvordan kan vi påvise det med en fargereaksjon?

Utstyr

  • biuretreagens (eller fortynnet natriumhydroksid og kobbersulfatløsning hver for seg)
  • reagensrør i stativ
  • pipette
  • prøver: eggehvite rørt ut i vann, melk, bønnevann og en sukkerløsning
  • vernebriller og hansker

Farer og sikkerhet

  • Biuretreagens inneholder natriumhydroksid og er etsende. Bruk vernebriller og hansker, og skyll straks ved søl.
  • Ikke smak på prøvene.
  • Håndter kobbersulfat som miljøfarlig. samle avfall etter skolens rutiner.

Framgangsmåte

  1. Ha lik mengde av hver prøve i hvert sitt reagensrør.
  2. Tilsett samme mengde biuretreagens i hvert rør og bland forsiktig.
  3. Ha med et rør med bare vann og et med sukkerløsning som kontroll.
  4. La rørene stå ved romtemperatur i noen minutter.
  5. Noter fargen i hvert rør og ranger prøvene etter proteininnhold.

Vanlige feil

  • Bruker for mye reagens, så fargen blir vanskelig å lese. Følg oppskriften på mengder.
  • Mangler kontroll. Ha et rør med vann og et med sukkerløsning som ikke skal gi utslag.
  • Forventer oppvarming. Biuret-prøven skjer ved romtemperatur, i motsetning til Benedicts prøve.
  • Rister ikke rørene, så reagensen blandes dårlig med prøven.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Påvise protein i ulike matvarer med biuret-prøven og fiolett fargeutslag.

Teori

Biuretreagens reagerer med bindingene mellom aminosyrene i proteiner (peptidbindingene) og gir en fiolett til lilla farge. Jo mer protein, jo kraftigere farge. Reaksjonen skjer ved romtemperatur og krever ikke oppvarming. Stoffer uten peptidbindinger, som sukker, gir ingen fargeendring og forblir blå.

Resultater

Eggehvite og melk ble tydelig fiolette, bønnevannet ble svakt lilla, mens sukkerløsningen og vannkontrollen forble blå.

Feilkilder

Fargevurdering med øyet er subjektiv. Prøvemengdene var ikke helt like. Bønnevannet var uklart fra før, noe som gjorde fargen vanskeligere å lese.

Konklusjon

Eggehvite og melk inneholdt mest protein, mens sukker ikke ga utslag. Resultatet stemmer med teorien og viser hvordan biuret-prøven skiller protein fra andre næringsstoffer.

Påvise fett med fettflekk og Sudan

Hvilke matvarer inneholder fett, og hvordan kan vi påvise fett både med en enkel papirtest og med et fargestoff?

Utstyr

  • ufarget papir (for eksempel kraftpapir)
  • prøver: matolje, smør, melk, nøtter og en sukkerløsning
  • Sudan III-løsning (der den er tilgjengelig) og reagensrør med vann
  • pipette og vernebriller

Farer og sikkerhet

  • Sudan III er et fargestoff som farger hud og klær. Bruk vernebriller og eventuelt hansker.
  • Ikke smak på prøvene.
  • Nøtter kan gi allergiske reaksjoner. sjekk med klassen før bruk.

Framgangsmåte

  1. Gni eller dropp en liten mengde av hver prøve på hvert sitt felt på papiret og merk feltene.
  2. La papiret tørke, og hold det så mot lyset. et fett, gjennomskinnelig felt viser fett.
  3. For Sudan-testen: ha vann og en dråpe Sudan III i et reagensrør, tilsett prøven og rist.
  4. Se om fargestoffet samler seg i et eget fettlag (Sudan farger fett rødt).
  5. Sammenlign prøvene og noter hvilke som ga fettflekk og rødt fettlag.

Vanlige feil

  • Tolker vått papir som fettflekk. La papiret tørke helt. vann fordamper og forsvinner, fett blir værende som en gjennomskinnelig flekk.
  • Bruker for lite av prøven, så flekken blir utydelig.
  • Glemmer kontroll. Test rent vann og sukkerløsning som ikke skal gi fettflekk.
  • Rister ikke Sudan-røret, så fargestoffet fordeler seg ujevnt.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Påvise fett i matvarer med to metoder: den gjennomskinnelige fettflekken på papir og Sudan III som farger fett rødt.

Teori

Fett løser seg ikke i vann, men gjør papir varig gjennomskinnelig fordi det ikke fordamper slik vann gjør. Sudan III er et fettløselig fargestoff som samler seg i fett og farger det rødt. Begge metodene skiller fettholdige stoffer fra stoffer som bare inneholder vann eller sukker.

Resultater

Olje, smør og nøtter ga tydelige gjennomskinnelige fettflekker og et rødt lag i Sudan-testen. Melk ga en svak flekk. Sukkerløsning og vann ga ingen flekk og ingen rødfarging.

Feilkilder

Papiret var ikke helt tørt da vi vurderte noen felt. Mengden prøve varierte litt. Sudan III var ikke tilgjengelig for alle gruppene.

Konklusjon

Olje, smør og nøtter inneholdt mest fett, melk litt, mens sukker ikke ga utslag. De to metodene ga samme rangering og bekrefter hvordan fett kan påvises.

Økologi og bærekraft

Artsmangfold med kvadratmetoden

Hvor stort er artsmangfoldet i to ulike områder, og hvordan kan vi dokumentere og sammenligne det med en systematisk metode?

Utstyr

  • en ramme på for eksempel 0,5 x 0,5 meter (kvadrat), laget av pinner eller hyssing
  • notatark og skriveunderlag
  • eventuelt bestemmelsesnøkkel, feltflora eller en app for artsbestemmelse
  • målebånd
  • kamera eller mobil til å fotografere arter du ikke kjenner

Farer og sikkerhet

  • Ikke smak på planter eller sopp.
  • Vær oppmerksom på flått i høyt gress, og vask hendene etter feltarbeid.

Framgangsmåte

  1. Velg to områder som er ulike, for eksempel en klippt plen og en uklippt eng.
  2. Legg ruten på et tilfeldig valgt sted i hvert område.
  3. Registrer hvilke arter som finnes inne i ruten, og anslå dekningsgrad eller antall for hver.
  4. Gjenta med flere ruter i hvert område.
  5. Tell antall ulike arter (artsrikhet) per område og sammenlign, gjerne med et enkelt mangfoldsmål.

Vanlige feil

  • Legger ruten på et bevisst 'fint' sted. Velg plassering tilfeldig så utvalget ikke blir skjevt.
  • Teller bare det man kjenner. Fotografer og noter også ukjente arter (art A, art B) så mangfoldet ikke undervurderes.
  • For få ruter. Legg flere ruter i hvert område og bruk gjennomsnitt.
  • Sammenligner områder som er målt på ulik måte eller til ulik tid.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Sammenligne artsmangfoldet i en klippt plen og en uklippt eng ved hjelp av kvadratmetoden.

Teori

Artsmangfold henger sammen med abiotiske og biotiske faktorer. Hyppig klipping er en forstyrrelse som favoriserer noen få hardføre arter, mens en eng som får stå, gir plass til flere arter. Vi forventer derfor høyere artsrikhet i enga.

Resultater

I plenen fant vi i snitt 4 arter per rute (mest gress og løvetann). I enga fant vi i snitt 11 arter per rute, med flere blomsterplanter og insekter observert.

Feilkilder

Noen arter var vanskelige å bestemme og ble slått sammen. Ruten dekker bare en liten flate. Målingene ble gjort på én dag i én årstid.

Konklusjon

Enga hadde klart høyere artsmangfold enn plenen, slik teorien forutsa. Resultatet illustrerer hvordan menneskelig arealbruk (klipping) påvirker det biologiske mangfoldet.

Anslå en bestand med fangst og gjenfangst

Hvordan kan vi anslå hvor mange individer det er i en bestand uten å telle alle, og hvor sikkert blir anslaget?

Utstyr

  • en stor bolle eller pose med mange like objekter (tørre bønner, perler eller papirbiter)
  • en tusj eller et annet objekt til å 'merke' med
  • et beger til å ta stikkprøver med
  • notatark og kalkulator

Farer og sikkerhet

  • Ingen spesielle farer. Ikke putt smådeler i munnen, og rydd opp så ingenting havner på gulvet.

Framgangsmåte

  1. Ta en første fangst fra bollen, tell dem og 'merk' alle (bytt dem for merkede objekter eller sett et merke).
  2. Legg de merkede tilbake og bland godt.
  3. Ta en ny fangst og tell hvor mange totalt og hvor mange av dem som er merket.
  4. Sett tallene inn i formelen: bestand er lik første fangst ganger andre fangst delt på antall merkede i andre fangst.
  5. Tell til slutt den virkelige mengden og sammenlign med anslaget.

Vanlige feil

  • Blander ikke godt før andre fangst, så de merkede fordeler seg ujevnt. Rist godt hver gang.
  • Tar for få i hver fangst, så anslaget blir svært usikkert. Bruk store nok prøver.
  • Glemmer at metoden forutsetter at merkede og umerkede blandes likt og at ingen forsvinner underveis.
  • Runder av feil i utregningen. Sett tallene inn i formelen nøye.

Slik kan rapporten se ut

Hensikt

Øve på fangst og gjenfangst som metode for å anslå størrelsen på en bestand, og vurdere hvor godt anslaget treffer.

Teori

I felt kan man ikke telle alle dyr i en bestand. Fangst og gjenfangst bygger på at andelen merkede i en ny stikkprøve speiler andelen merkede i hele bestanden. Hvis 20 av 200 i andre fangst er merket, og 50 ble merket til sammen, anslås bestanden til 50 ganger 200 delt på 20. Metoden forutsetter god blanding og at ingen kommer til eller forsvinner.

Resultater

Vi merket 50, fanget 200 i andre runde og fant 19 merkede. Anslaget ble 50 ganger 200 delt på 19, altså rundt 526. Den virkelige mengden var 540.

Feilkilder

Blandingen var ikke helt jevn, og noen merkede kan ha lagt seg i bunnen. Stikkprøvene kunne vært større for et sikrere anslag.

Konklusjon

Anslaget på 526 lå nær den virkelige mengden på 540, så metoden fungerte godt. Forsøket viser hvordan økologer kan anslå bestander uten å telle alt, og hvorfor god blanding og store prøver er viktig.